Експерименти на флуориметрі ПАМ

Акваріум, що містить морських безхребетних, з’явився як продовження морського акваріума “лише з рибами”, який був популярним з 1960-х років. Таким чином, багато проблем (таких як контроль аміаку, токсичність металів і т.д.) морських акваріумів були подолані на той час, коли з’явилися рифові акваріуми. Однак успішне утримання фотосинтезуючих безхребетних поставило новий набір проблем. За останні 20 років захоплення рифовими акваріумами досягло значних успіхів, і значною мірою це сталося завдяки готовності любителів (читай майстрів) творчо мислити при вирішенні проблем. Тим не менш, деякі зразки та види коралів важко утримувати в неволі.

Питання освітлення та руху води, скоріш за все, вирішуються, наскільки це можливо, на рівні суто епізодичних спостережень. У цій короткій статті наводяться результати експериментів з використанням досить складного обладнання, які дозволяють нам “поставити” – а коралам “відповісти” – на деякі важливі питання.

Частина I: Спектральний експеримент – вплив спектральних властивостей металогалогенної лампи на фотосинтез зооксантелл у фотоакліматизованих грибкових коралах: Теорія червоного світла

У статті в лютневому номері AAOL за 2002 рік (“Спектр чи інтенсивність?” – Ріддл і Оліазола) повідомляється про результати експерименту, метою якого було визначити вплив різних металогалогенних ламп на швидкість фотосинтезу в гавайському кам’янистому коралі Fungia scutaria. Результати цього експерименту показали, що швидкість фотосинтезу адаптованих до сонячного світла коралів при початковому опроміненні різними спектрами ламп (лампи з високим кельвіном – 20 000 К – і лампи з низьким кельвіном – 4 000 К -) за умови однакової інтенсивності світла мало відрізняється.

Отримані результати викликали багато запитань і створили здорову дискусію. З метою вирішення деяких питань, що виникли після публікації статті, було вирішено провести нові процедури для визначення впливу спектральної якості на фотосинтез зооксантелл. Два зразки “грибних” коралів (Fungia scutaria) були адаптовані до різних спектрів світла (10 000 К і ~50 000 К) протягом 30-денного періоду. Аналіз квантових виходів і відносних швидкостей переносу електронів (ETR) був розрахований за допомогою флуорометрії з імпульсною амплітудною модуляцією (PAM).

для кожного корала при різних спектрах освітлення. Результати свідчать про те, що швидкість фотосинтезу зооксантел була практично однаковою у двох фотоакліматизованих коралів. У наступній статті обговорюється теорія (за участю червоного світла), яка пояснює спостережувану подібність ЕТР.

Вступ

Фотосинтез – це біохімічний процес, який навіть сьогодні не до кінця зрозумілий; проте існують процеси та концепції, які добре вивчені та прийняті. У цьому короткому вступі будуть розглянуті ці концепції. Примітка: Щоб уникнути дублювання, читачам рекомендується переглянути звіт про початкові експерименти, опублікований у лютому 2002 року в Advanced Aquarist (доступний у розділі “Архів”). Ця стаття описує різні технічні аспекти, що стосуються обох груп експериментів.

Корали, що містять симбіотичні динофлагеляти (зооксантелли) роду Symbiodinium, залежать від світлової енергії для забезпечення фотосинтезу. Фотохімічний апарат зооксантелли подібний до тих, що зустрічаються в інших кисневих фотосинтезуючих водоростей, рослин та симбіотичних істот. Існує дві фотосистеми, які називаються фотосистемою один (PS I) і фотосистемою два (PS II). Світлопоглинаючі пігменти, які називаються фотопігментами, збирають світлову енергію. Хлорофіли (хлорофіл а і хлорофіл с2) є найбільш відомими фотопігментами зооксантелл, але в них задіяні й інші пігменти, які називаються допоміжними (або вусиковими) пігментами. У коралів до допоміжних пігментів відносяться перидинін і бета-каротин. Хлорофіли та акцесорні пігменти можуть направляти зібрану ними енергію до обох фотосистем, хоча можлива ситуація, коли акцесорний пігмент (наприклад, бета-каротин, перидинін тощо) передає зібрану ним енергію майже виключно до однієї фотосистеми (PS I у випадку бета-каротину).

У загальних рисах ФП II пов’язаний з розщепленням молекул води з утворенням молекулярного кисню; ФП I передбачає передачу енергії на цикл Кальвіна, де неорганічний вуглець перетворюється на простий цукор. За однією з примх наукової номенклатури, фотосинтез починається з фотосистеми II. Якщо ФС II виходить з ладу, потік електронів від ФС II до ФС I припиняється, і весь процес фотосинтезу зупиняється

Квантовий вихід (або фотосинтетичний вихід) описує кількість подій, що припадають на один фотон, поглинений фотосистемою. У цій статті ми повідомляємо про відносний квантовий вихід, який є порівнянням сигналів флуоресценції хлорофілу та інтенсивності світла, що падає на поверхню корала. Іншими словами, квантовий вихід дорівнює молям флуоресценції хлорофілу, поділеним на молі світлової енергії, доступної фотосистемі II.

Рисунок 1. Спектральний розподіл потужності 175-ватної металогалогенної лампи 10K з низькою температурою Кельвіна.

Процедура

Для використання в цьому експерименті були відібрані два серійні зразки металогалогенних ламп. Обидві були 175-ватними версіями, але мали різний рейтинг в Кельвінах. Одна з ламп була рекламована як така, що має рейтинг Кельвіна близько 10 000; інша лампа не мала рейтингу Кельвіна від виробника, який рекламував лампу лише як “небесно-блакитну” (подібні лампи мають справжній – не рекламований – рейтинг Кельвіна 40 000 – 50 000 К). Для зручності позначення ці лампи будуть називатися “Лампа 10К” та “Лампа 50К”. Для вимірювання спектрального розподілу потужності (SPD) використовувався спектрометр Ocean Optics. На рисунках 1 і 2 показано графічний розподіл потужності цих двох ламп (обидва сканування спектрометра були зроблені при щільності фотосинтетичного потоку фотонів (PPFD) ламп 24 мкмоль/м2 /сек; таким чином, порівняння є більш змістовним).~Всі експерименти були проведені з коралами, що зберігаються в Західно-Гавайській дослідницькій академії (WHEA) в комплексі Гавайської лабораторії природної енергії (NELHA) в Кайлуа-Кона. Ці корали були легально зібрані за науковим дозволом Департаменту водних ресурсів Гаваїв. Два зразки Fungia scutaria були відібрані з 300-галонної відкритої системи з використанням природного сонячного світла як джерела світла (послабленого тіньовою тканиною до максимуму близько 17% інтенсивності, або максимум

350 мкмоль/м2-сек).

Рисунок 2. Спектральний розподіл потужності 175-ватної металогалогенної лампи 50К з високим кельвіном.

Ці два корали мали характерне маркування і для полегшення роботи з ними під час експерименту отримали прізвиська – “Грета” і “Смайлик”. Ці корали були поміщені в 100-галонну ванну Rubbermaid з пропускною здатністю потоку води близько 5 галонів на хвилину (див. рисунок 3, на якому зображено установку для проведення експерименту). Світильник Coralife з лампами 10K і 50K був розміщений зверху ванни, а 3-міліметровий надміцний чорний пластик був приклеєний до ковпака світильника і витягнутий за край ванни, щоб виключити будь-яке природне світло. Акриловий “захист від бризок” послаблював ультрафіолетове випромінювання до надзвичайно низьких рівнів, щоб запобігти потенційній зміні щільності зооксантелл (Kinzie, 1993). В середині світильника була розміщена змієподібна світлова пастка – це дозволило забезпечити циркуляцію повітря через світильник, ізолюючи при цьому два джерела світла. Чорна пластикова перегородка простягалася від верхньої частини резервуара до фальшивого дна з яєчного матеріалу і розділяла корито Rubbermaid на дві еквівалентні секції з чітко відмінними світловими полями. Фотоперіод становив 14 годин на добу і контролювався таймером невеликого електричного приладу. Відрізки ПВХ піднімали яєчну решітку, і корали розміщувалися на яєчній решітці, яка була позначена водостійким маркером для позначення відповідних позицій коралів (щоб їх можна було перемістити у вихідні позиції, якщо вони вирішать “погуляти”). Так сталося, що під час експерименту корали не рухалися). Корал на прізвисько Грета був фотоадаптований до лампи з низьким рівнем кельвінів “Лампа 10К”, в той час як “Смайлик” був адаптований до набагато синішої лампи “Лампа 50К”. Кожному коралу було дозволено адаптуватися протягом 30 днів до певного спектру світла лампи над ним.

Рисунок 3. Установка для експерименту. Детальніше див. у тексті.

Після закінчення цього періоду корали виймали з ванни і переносили в 10-галонний акваріум в затемненій кімнаті з кондиціонером в Лабораторії природної енергії. Після 30-хвилинного періоду адаптації до темряви (щоб дати можливість “відкритися” реакційним центрам PS II) корал поміщали в неглибокий пластиковий таз. Невеликий повітряний насос аерував басейн, а також забезпечував циркуляцію води (важливе зауваження – див. частину 2 цієї статті). Температура води в цьому басейні залишалася відносно постійною протягом часу, необхідного для проведення вимірювань. Різниця температур та її вплив на квантовий вихід не вважалися суттєвим фактором (див. Iglesias-Prieto, 1997). Волоконно-оптичний кабель флуорометра Вальца з імпульсною амплітудною модуляцією (ПАМ) вимірював фотосинтетичний вихід зооксантел на певній ділянці кожного корала під кожною з двох металогалогенних ламп. Вимірювання проводилися відповідно до рекомендацій Шрайбера (1997). Квантовий датчик Li-Cor був розміщений поруч з кожним коралом таким чином, щоб PPFD був стандартизований під кожною металогалогенною лампою. Вимірювання проводилися при кожній з цих інтенсивностей світла: 25, 50, 75, 100 і 150 мкмоль/м2-сек (ці інтенсивності світла зазвичай зустрічаються в рифових акваріумах і вважаються недонасиченими). Було проведено три вимірювання квантового виходу при кожній інтенсивності світла для обох коралів під кожною з двох ламп. Відносна швидкість транспорту електронів (ETR) була розрахована за формулою ETR = квантовий вихід помножений на щільність фотосинтетичного потоку фотонів (PPFD, подається як мкмоль/м2 /сек), поглиненого фотосистемою (як і в першій серії експериментів, ми повідомляємо відносну ETR, оскільки ми не вимірювали кількість світла, що фактично поглинається). Ми зробили припущення, що пігменти зооксантелл не змінилися за кілька хвилин, необхідних для вимірювання квантового виходу). Результати були введені в робочий аркуш Excel. Оскільки з результатів не було видно фотоінгібування (на що вказувало б падіння відносної ETR), для підбору даних була використана лінійна регресія.

Рисунок 4. Результати експерименту з фотоакліматизації. Гриб “Грета” був акліматизований до лампи 10 000К; гриб “Смайлик” адаптувався до лампи 50 000К.

Результати

Результати проілюстровано на рисунку 4. Вони вказують на те, що гриб на ім’я Грета мав вищу відносну швидкість переносу електронів при освітленні як лампою 10K, так і лампою 50K, ніж гриб на ім’я Смайлик. Однак, індивідуальні значення ЕТР коралів/зооксантел не відрізняються при освітленні як лампою 10K, так і лампою 50K. Результати свідчать про те, що навіть після фотоадаптації спектральна якість світла відіграє другорядну роль у стимулюванні фотосинтезу порівняно з інтенсивністю світла. Однак, можливо, що спектральна якість відігравала певну роль у фотоакліматизації (фотоадаптації) симбіотичних зооксантелл.

Обговорення

Флуорометр PAM є відносно простим у використанні інструментом. Його мікропроцесор виконує всю роботу по команді від натискання клавіш. Однак, пояснення того, чому зооксантелли реагували саме так, а не інакше на різні спектри світла, вимагає певної детективної роботи.

Фотоадаптаційні механізми видів грибів та їх зооксантел були вивчені і описані Masuda et al (1992). Ці вчені виявили, що вміст хлорофілу а в зооксантелах Fungia repanda та F. echinata збільшується з глибиною (хоча вміст хлорофілу а на одиницю площі поверхні корала не змінюється). Також було відмічено зменшення маси тканин коралів-хазяїв, а точка компенсації (точка, в якій потреба в кисні коралів-хазяїв і симбіотичних зооксантел задовольняється киснем, що виробляється в процесі фотосинтезу) також знизилася. Вважається, що зменшена кількість тканин коралів-хазяїв пояснює більш низьку точку компенсації, тобто менше тканин означає менше кисню, необхідного для життєзабезпечення. Масуда та ін. також повідомили, що зооксантела цих грибів адаптувалася до низької інтенсивності світла, змінивши розмір фотосинтетичної одиниці (або ФЕ, що визначається як одна фотосистема I і одна фотосистема II, плюс всі пов’язані з ними світлозбираючі сполуки, що працюють разом – Kirk, 1994). Таким чином, ці корали адаптувалися до інтенсивності світла шляхом зміни маси тканини хазяїна та розміру ФЕО. Згідно з цією стратегією адаптації, максимальна швидкість фотосинтезу зменшується з глибиною, а частота дихання відповідно падає. Звіт Masuda et al. демонструє, що принаймні деякі фунгіциди мають чудову здатність адаптуватися до світлових полів на різних глибинах, і цілком можливо, що багато, якщо не всі, фунгіциди використовують ці фотоадаптивні механізми.

Існують докази того, що інші корали використовують інші механізми адаптації. Mate (1993) повідомляє, що концентрація хлорофілу на одиницю площі поверхні та на зооксантелу збільшується з глибиною у Montastraea cavernosa, Siderastrea sp. та Stephanocoenia sp. Слід зазначити, що не спостерігається значного збільшення кількості зооксантел на одиницю площі поверхні. Kirk (1994) посилається на інформацію про Stylophora pistillata, зооксантелли якої збільшували вміст хлорофілу а, а також збільшували розмір PSU в затінених умовах. Однак це пояснює, як зооксантелли коралів могли адаптуватися до зміни якості та/або інтенсивності світла, але не чому.~Отже, чим можна пояснити схожість ЕТР між фотоадаптованими коралами? На щастя, існує журнальна література про фотоадаптацію коралів і, що ще важливіше, хроматичну адаптацію зооксантел (Symbiodinum spp.). У ранніх наукових роботах повідомлялося про результати експериментів з трансплантації коралів, коли корали переміщували на більші або менші глибини і спостерігали за їх виживанням (Dustan, 1982). Експерименти Дустана показали, що колонії коралів, пересаджені з 30 до 15 м, страждали від зниження росту, знебарвлення водоростей і високого рівня смертності. Хоча спектральна якість розглядалася в роботі Дустана, не було зроблено жодних висновків про хроматичну адаптацію, а у висновку зазначено, що “…глибоководні водорості пошкоджуються високою інтенсивністю світла, яка виникає на мілководді”. (Дустан дійсно наводить дані, які демонструють загальне зменшення довжин синіх і червоних хвиль зі збільшенням глибини. І, як точка відліку, Дустан спостерігав високі показники виживання коралів, пересаджених з 10 до 30 м.) Через два роки після публікації статті Дустана, Kinzie та ін. (1984) повідомили про результати експериментів з хроматичної адаптації зооксантелл. Повторні експерименти Kinzie та Hunter (1987) виправили деякі помилки, допущені в попередній роботі 1984 року. Цікаво, що в роботі 1987 р. була висунута теорія про те, що кількість падаючого червоного світла є параметром, який регулює щільність клітин зооксантелл і, отже, вміст пігменту. Ця гіпотеза (підтверджена результатами їхніх експериментів) стверджує, що корали під впливом зростаючої кількості червоного світла будуть зменшувати кількість клітин зооксантелл аж до повного знебарвлення. Ці вчені використовували природне сонячне світло і фільтри для пропускання широкої смуги червоного кольору (

Photosynthesis, as we know, is the link between the inorganic and organic worlds. Light energy absorbed by photopigments leads to production of oxygen, simple sugars, amino acids and fatty acids. These photochemical processes are dependent upon two distinct photosystems acting in unison, and are called, appropriately enough, Photosystem II (PS II) and Photosystem I (PS I). Very simply, these photosystems are dependent upon each other. There must be a balanced energy distribution between PS II and PS I (since Photosystem II produces an oxidant and PS I a reductant, and makes possible the electron donor/acceptor shuttle between the systems). In photosynthetic corals, this balance is probably achieved through control and/or alteration of photosynthetic pigment content of zooxanthellae (Kinzie et al., 1984). For instance, the accessory pigment peridinin transfers harvested light energy to chlorophyll a (with efficiencies ranging from 88% to >від 600 до 800 нм). (Примітка: знебарвлення коралів також спостерігалося при більш вузькій смузі червоного світла, що виробляється штучним джерелом світла – світлодіодом (LED) – Riddle, в пресі). Чому червоне світло може викликати зменшення кількості зооксантелл та/або фотопігментів? Чому червоне світло, здається, є контрольною смугою пропускання для вмісту фотопігментів зооксантелл? Відповідь криється в чудовому процесі, який ми знаємо як фотосинтез.~95%, див. Damjanovic et al., 2000) і, отже, до реакційних центрів PS II, що містять пігмент 680. З іншого боку, каротиноїд бета-каротин передає зібрану енергію хлорофілу а і ФС I (який містить пігмент 700). Підвищене поглинання світлової енергії вище 680 нм зооксантелами коралів пов’язане з агрегованими формами хлорофілу а і пігменту 700 PS I (Титлянов та ін., 1980). Корали, адаптовані до певного світлового поля, при зміні якості світла пристосовуються до нового світлового середовища або, за екстремальних обставин, знебарвлюються. Не виключено, що дисбаланс розподілу енергії може зруйнувати PS II в зооксантелі, тим самим припинивши фотосинтез. Iglesias-Prieto (1997) обговорює руйнівний вплив накопичених електронів всередині PS II. Нездатність PS II ефективно передавати електрони збільшує тиск збудження на реакційний центр і може відбуватися при будь-якій інтенсивності світла. Brown (1997) обговорює пригнічення швидкості передачі електронів між PS II і PS I до того, як відзначається зменшення щільності (кількості) зооксантелл. Фотосинтез ефективно зупиняється, коли PS II не функціонує. Як примітка, енергія, що поглинається пігментами PS II, може передаватися PS I для виправлення електронного дисбалансу в результаті ефекту, відомого як “перекидання”. Відомо, що спліловер відбувається у динофлагелят (Schofield et al., 1996). Іншими словами, існує механізм підтримки швидкості фотосинтезу, якщо корал піддається раптовій зміні спектру. Однак, схоже, що вплив відбувається лише тоді, коли недостатньо стимулюється саме PS I: Перехід від PS I до PS II не відбувається. Оскільки додаткові пігменти PS I і PS II поглинають по суті однакові довжини світлових хвиль, за винятком

680 нм і вище, перетікання може відбуватися, коли світло має дефіцит довжин хвиль далекого червоного діапазону. Це, ймовірно, не стосується багатьох ламп, що використовуються як джерела світла для акваріумів. Це важливий момент – червона смуга пропускання та інтенсивність штучних джерел світла можуть надмірно стимулювати ФС I, тим самим запобігаючи поглинанню енергії – переливу – з ФС II. Фотосистема II повинна “скидати” енергію подалі від своїх реакційних центрів, щоб уникнути руйнування радикалами кисню, які переважають ферментативний захист. Флуоресценція або нерадіаційний теплообмін можуть розсіювати енергію, зібрану фотопігментами, або певні пігменти можуть викликати динамічне фотоінгібування, коли світлова енергія повністю відволікається від ФС II. Якщо жоден з цих захисних заходів не є ефективним, ФС II пошкоджується і фотосинтез сповільнюється, а в крайньому випадку повністю припиняється._{Якщо ми розглянемо спектр дії зооксантелл, то побачимо, що сині та червоні довжини хвиль переважно поглинаються фотопігментами. Дійсно, нам потрібно лише подивитися на поглинання фотопігментів зооксантелл. Хлорофіл а найсильніше поглинає енергію при} 420 нм і _{660 нм, хлорофіл с2 при} 449 нм і _{625 нм і бета-каротин при} 425 нм,~ 450 нм і

480 нм. Спеціалізовані форми хлорофілу, розташовані в реакційних центрах, поглинають світло при 680 нм і 700 нм. Перидинін (каротиноїд) поглинає переважно синє світло (найсильніше при довжині хвилі 450 нм і 490 нм), але розширює діапазон поглинання в зелену частину спектра. Ксантофіл діатоксантин також поглинає енергію синього світла. Це важлива обставина, оскільки діатоксантин бере участь у динамічному фотоінгібуванні через його активоване світлом (і оборотне) перетворення в діадіноксантин. Таким чином, зооксантелли захищені від перенасичення інтенсивності світла шляхом поглинання синього світла – якщо енергія синього світла відводиться від фотосистем, фотосинтез регулюється до “безпечного” рівня.

Важливо відзначити, що пігменти, які гасять фотосинтез (такі як діатоксантин), не поглинають червоні хвилі – динамічне фотоінгібування включає в себе тільки поглинання і розсіювання короткохвильового випромінювання, такого як фіолетовий і синій діапазони. Товща води швидко послаблює червоні хвилі (приблизно на 40% в першому метрі найбільш оптично прозорої морської води, Jerlov Oceanic Type 1 – 1976), тому багатьом коралам не потрібен спеціалізований пігмент, щоб відводити енергію червоного світла від реакційних центрів фотосистеми. Якщо відкинути можливість того, що червоновідбиваючі або червонопоглинаючі (флуоресцентні) пігменти діють як фотопротектори, то зооксантелли/корали не мають пігменту, який би захищав їх від фотореактивної енергії червоного світла. Схоже, що механізм, яким вони володіють, полягає у зменшенні вмісту зооксантелл та/або фотопігменту, що, можливо, призводить до повного знебарвлення. Результати нещодавніх експериментів свідчать про те, що ступінь зменшення пігменту/відбілювання пов’язаний з інтенсивністю червоного світла штучного освітлення (

Riddle – у пресі).

Докази не дискредитують уявлення про те, що червоне світло – при меншій інтенсивності – є фактором, що регулює вміст пігменту зооксантелл, тобто зооксантелли можуть регулювати вміст пігменту до тих пір, поки не буде досягнута рівновага між PS II і PS I. Якщо інтенсивність червоного світла досить велика, фотоакліматизація може бути неможливою, і відбілювання є останнім шансом для виживання.

Вміст червоного світла в кожній з ламп, що використовувалися в цьому експерименті, був напрочуд схожим. Рисунки 5 і 6 ілюструють спектральний вміст ламп 10К і 50К; в Таблиці 1 наведено вміст у табличній формі.

Таблиця 1. Початковий спектральний склад металогалогенних ламп з характеристиками сонячного світла для порівняння. Значення у відсотках.	Колір	Сонячне світло	Лампа 10К
Лампа 50К	4	12	8
Фіолетовий (400 – 430 нм)	13	16	38
Синій (431 – 480 нм)	4	1	3
Зелено-синій (481 – 490 нм)	10	3	9
Синьо-зелений (491 – 510 нм)	10	3	15
Зелений (511 – 530 нм)	19	29	15
Жовто-зелений (531 – 570 нм)	5	16	3
Жовтий (571 – 580 нм)	8	7	3
Помаранчевий (581 – 600 нм)	27	12	11

Червоний (601 – 700 нм)

ПППФД періодично вимірювався протягом 30-денного періоду за допомогою квантового вимірювача Li-Cor Model 189 з занурювальним датчиком 2-pi. Вимірювач був відкалібрований для вимірювань у воді. Грубі оцінки спектральних якостей ламп були зроблені протягом 30-денного процесу фотоадаптації з використанням квантового вимірювача Li-Cor і червоних, зелених і синіх скляних смугових фільтрів. Спектральна стабільність не є характерною рисою деяких металогалогенних ламп (особливо тих, що мають більш високі рейтинги Кельвіна), однак червона частина вихідного сигналу обох ламп була напрочуд схожою для Лампи 10К і Лампи 50К, складаючи в середньому 19,1 і 21,1 мкмоль на квадратний метр в секунду, відповідно. ППФД від лампи 50К збільшився в ході експерименту (аномалія – точне пояснення виходить за рамки цієї статті), і кількість фотосинтетично активного випромінювання, що генерується цією лампою (виміряна на поверхні корала), в середньому становила 65,5 мкмоль на квадратний метр в секунду. PPFD, що генерується лампою 10K, в середньому становило 57,9 мкмоль на квадратний метр за секунду. Див. рисунки 7 і 8.

Можливо, що подібна кількість червоного випромінювання, що генерується двома лампами, була переважаючим фактором, який в кінцевому підсумку визначав вміст фотопігменту в зооксантелах протягом 30-денного періоду фотоадаптації. Ми не досліджували вміст пігменту/зооксантел, а натомість покладалися на те, що в кінцевому підсумку має найбільше значення – квантовий вихід фотосистем – для оцінки швидкості фотосинтезу.

Інтенсивність світла, що використовувалася в цих експериментах, ймовірно, була недонасиченою (на основі точок компенсації та насичення зразків грибів, про які повідомляли Масуда та ін., 1992, і в поєднанні з моєю інформацією, зібраною з коралових акваріумів WHEA). Оскільки криві фотосинтез/освітленість вирівнюються, коли інтенсивність світла знаходиться на рівні або вище точки насичення (враховуючи, що фотоінгібування не відбувається), вимірювання ETR за цієї умови (інтенсивність насичення) не дасть тієї інформації, яку шукали в цьому експерименті. Однак, слід розглядати ці ETR як відносні тільки до конкретної точки корала. Для обох коралів були зібрані базові ЕПР при освітленні кожним з двох різних джерел світла. Ця інформація (не показана) в кінцевому підсумку була мало корисною для порівняльних цілей.

Очевидно, що швидкість фотосинтезу може сильно варіювати по поверхні корала, навіть такого відносно плоского зразка, як Fungia (це не повинно дивувати, оскільки відомо, що швидкість фотосинтезу варіює по поверхні листя; раніше повідомлялося, що це явище також відбувається у коралів – див. Warner et al., 1999). Однак метою цього експерименту було не продемонструвати варіації фотосинтезу по площі поверхні, а повідомити про швидкість фотосинтезу в даній точці при освітленні джерелом світла, до якого корал адаптувався, і джерелом, до якого він не пристосувався.

Цілком випадково лампи, обрані для цього експерименту, містили однакову кількість енергії червоного світла. У подальших експериментах слід використовувати лампи, які генерують різну кількість енергії червоного світла. Проводяться експерименти з визначення ефектів від використання комплектних світлодіодів, що випромінюють монохроматичне світло переважно червоного та синього кольорів. Поки що результати цього експерименту не дають остаточної відповіді на питання про вплив інтенсивності та спектральної якості світла на фотосинтез у фотоакліматизованих коралових зооксантел. Однак, отримані дані не дискредитують теорію про те, що червоне світло є фактором, який визначає кінцеву швидкість фотосинтезу зооксантелл.

Частина II: Вплив руху води на фотосинтез зооксантелл

Рисунок 1. Спектральний розподіл потужності 175-ватної металогалогенної лампи 10K з низькою температурою Кельвіна.

Процедура

Невелика колонія лопатевих коралів (Porites lobata) була поміщена в 3-галонний акваріум, який аерувався невеликим повітряним каменем, що забезпечував циркуляцію води в акваріумі. Спеціально сконструйоване пристосування утримувало волоконно-оптичний датчик флуорометра з імпульсно-амплітудною модуляцією (ПАМ) Вальца під кутом 60 градусів впритул до колонії коралів. Флуорометр був запрограмований на оцінку квантового виходу фотосинтезу при різній інтенсивності світла (за допомогою вбудованого актинічного світлодіодного джерела світла). Знімали один набір показань, вимикали повітряний насос і давали коралу знову “адаптуватися до темряви” протягом 20 хвилин, після чого проводили ще один набір вимірювань квантового виходу (на цей раз “без” руху води). Повітряний насос вмикали, коралу давали можливість “адаптуватися в темряві” і проводили серію вимірювань врожайності “з” рухом води. Ці процедури повторювалися кілька разів.

Вимірювання квантового виходу були завантажені з флуорометра в робочу таблицю Excel. Оцінки інтенсивності світла актинічної лампи, надані компанією Walz для використання з оптоволоконним кабелем, були використані для розрахунку відносної швидкості переносу електронів. Ці інтенсивності світла варіювалися від нуля до 813 мкмоль/м2 /сек.

Рисунок 4. Результати експерименту з фотоакліматизації. Гриб “Грета” був акліматизований до лампи 10 000К; гриб “Смайлик” адаптувався до лампи 50 000К.

Результати

Результати проілюстровано на рисунку 4. Вони вказують на те, що гриб на ім’я Грета мав вищу відносну швидкість переносу електронів при освітленні як лампою 10K, так і лампою 50K, ніж гриб на ім’я Смайлик. Однак, індивідуальні значення ЕТР коралів/зооксантел не відрізняються при освітленні як лампою 10K, так і лампою 50K. Результати свідчать про те, що навіть після фотоадаптації спектральна якість світла відіграє другорядну роль у стимулюванні фотосинтезу порівняно з інтенсивністю світла. Однак, можливо, що спектральна якість відігравала певну роль у фотоакліматизації (фотоадаптації) симбіотичних зооксантелл.

Обговорення

Очевидно, що відсутність руху води негативно впливає на фотосинтез. Хоча визначення точної причини інгібування фотосинтезу виходило за рамки цього експерименту, ми можемо припустити, що застій води в потовщеному прикордонному шарі обмежував дифузію елемента, необхідного для фотосинтезу. Розбіжність ліній тренду проявляється приблизно при 200 мкмоль/м2 /сек, що свідчить про те, що критична вимога фотосинтезу не виконується при інтенсивності світла, що перевищує цю величину, коли рух води практично відсутній.

Практичні наслідки для акваріумістів очевидні. У той час як багато написано про переваги правильного руху води на аренах доставки їжі, видалення відходів, дифузії елементів і т.д., дуже мало обговорювалося про наслідки недостатнього руху води в штучних середовищах. Результати цього простого експерименту свідчать про декілька речей. Можливо, найбільш важливим є усвідомлення того, що інтенсивності світла недостатньо для того, щоб сприяти максимальній швидкості фотосинтезу. Оскільки вимоги фотосинтезу зростають (невідомо з результатів цього експерименту), доставка цих елементів може стати обмеженою через недостатній рух води. Просто додавши додаткову силову головку (або інший пристрій), можна було б реалізувати всі переваги системи освітлення. І навпаки, додатковий рух води може потенційно забезпечити достатню ефективність мінімальної системи освітлення.

Фотоінгібування очевидне в обох лініях тренду. Інтенсивність світла дуже висока (800 мкмоль/м2 /сек), при якій фотоінгібування є найбільш вираженим. Слід мати на увазі, що цей експеримент проводився при мінімальній тривалості внутрішнього актинічного світла флуорометра ПАМ. Фотоінгібування, ймовірно, відбуватиметься при меншій інтенсивності світла, коли фотосинтезу дозволять “розвинути повну потужність”.

Майбутнє використання флуорометрії ПАМ дозволить отримати багато інформації і, ймовірно, відповісти на багато існуючих питань. Кількісна оцінка необхідного руху води для “складних” колоній дорослих коралів (таких як Pocillopora meandrina) тепер знаходиться в межах нашої досяжності. Ефекти ультрафіолетового випромінювання можуть бути ефективно продемонстровані. Цікаво, що за допомогою цього приладу можна також кваліфікувати джерела живлення для нефотосинтезуючих коралів. Словом, відповіді на багато дискусійних моментів серед аматорів незабаром матимуть відповідь.

З 3 листопада 2003 року я починаю роботу над проектом, покликаним розкрити таємниці забарвлення коралів. Цей амбітний проект частково фінансується за рахунок дослідницького гранту Національного управління океанічних і атмосферних досліджень (NOAA). Прогнозується, що робота займе 13 місяців, але більшість результатів будуть готові до моєї презентації на конференції MACNA в Бостоні в 2004 році. Сподіваюсь побачити Вас там.

Подяки

Висловлюю подяку Брайану Уєді з компанії HelloLights ) за надання металогалогенних ламп, що використовувалися в експериментах Частини I. Я також хотів би подякувати Біллу Ворнеру з Академії досліджень Західних Гаваїв за дозвіл на використання обладнання (і за оплату рахунків за електроенергію протягом 30-денного періоду акліматизації!). Особлива подяка Сарі Пек з Морського гранту Гавайського університету (Західні Гаваї) за її неоціненну допомогу.

1. Список використаних джерел
2. Браун, Б., 1997. Знебарвлення коралів: причини і наслідки. Proc. 8th Int. Coral Reef Symp., Панама. 1:65-74.
3. Дам’янович, А., Т. Рітц та К. Шультен, 2000. Передача збудження в перидинін-хлорофіл-білку Amphidinium carterae. Біофізичний журнал, 79: 1695-1705.
4. Dustan, P., 1982. Глибинно-залежна фотоадаптація зооксантел рифового корала Montastraea annularis. Мар. Біол., 68:253-264.
5. Iglesias-Prieto, R., 1997. Температурно-залежна інактивація фотосистеми II у симбіотичних динофлагелят. Proc. 8th Int. Coral Reef Symp., Панама. 2: 1313-1318.
6. Єрлов, Н., 1976. Морська оптика. Elsevier Oceanography Series, Elsevier Sci. Publ. Co., New York. 231 pp.
7. Kinzie, R.A., 1993. Вплив навколишнього рівня сонячної ультрафіолетової радіації на зооксантелли і фотосинтез рифового корала Montipora verrucosa. Мар. Біол., 116:319-327.
8. Kinzie, R.A., P.L. Jokiel and R. York, 1984. Вплив світла зміненого спектрального складу на асоціації коралових зооксантелл та на зооксантелли in vitro. Mar. Biol., 78:239-248.
9. Kinzie, R.A. and T. Hunter, 1987. Вплив якості світла на фотосинтез рифового корала Montipora verrucosa. Mar. Biol., 94: 95-109.
10. Kirk, J.T.O., 1994. Світло та фотосинтез у водних екосистемах. Cambridge University Press, Кембридж. 509 pp.
11. Масуда, І., М. Гото, Т. Маруяма та С. Міячі, 1993. Фотоадаптація одиночних коралів, Fungia repanda, F. echinata, та їх зооксантелл. Proc. 7th Int. Coral Reef Symp., Guam. 1: 373-378.
12. Mate, J.L., 1993. Зміни концентрації хлорофілу та щільності зооксантелл з глибиною в карибських рифових коралах Панами. Proc. 7th Int. Coral Reef Symp., Гуам. I: 382 (тези).
13. Саксбі, Т., В. Деннісон та О. Хоуг-Гулдберг, 2003. Фотосинтетичні реакції корала Montipora digitata на холодовий температурний стрес. Mar. Ecol. Prog. Ser., 248:85-97.
14. Schofield, O., B. Prezelin and G. Johnsen, 1996. Залежність довжини хвилі максимального квантового виходу фіксації вуглецю для двох динофлагелят червоного припливу, Heterocapsa pygmaea та Prorocentrum minimum (Pyrrophyta): Значення для вимірювання швидкості фотосинтезу. J. Phycol., 32, 574-583.
15. Schreiber, U., 1997. Флуоресценція хлорофілу та перетворення енергії фотосинтезу. Heinz Walz GmbH, Effleltrich. 73 с.
16. Тітлянов, Є.А., М.Г. Шапошникова та В.І. Звалінський, 1980. Фотосинтез і пристосування коралів до опромінення. I. Вміст і нативний стан фотосинтетичних пігментів у симбіотичних мікроводоростей. Фотосинтетика 14 (3): 413-421.

Source: reefs.com