Кораловий колір і падаюче світло: Фотографічний нарис

Погляд на рифовий акваріум як на “кінетичне мистецтво” привернув увагу багатьох акваріумістів до складних багатофакторних взаємозв’язків між безліччю параметрів акваріума та кольором коралів, особливо малих поліпованих склерактинових (SPS). Ніде це питання не викликає більше дискусій і більше пристрасті, ніж на тему світла. Значною мірою еволюція джерел освітлення акваріумів зумовила успіхи, досягнуті багатьма акваріумістами в утриманні акропор, монтіпор і т.д. в неволі. Ця еволюція була стимульована впровадженням металогалогенних джерел світла, що характеризуються рейтингом Кельвіна до 20K, а нещодавно з’явилися люмінесцентні лампи високої потужності (так звані лампи Т5) з широким спектральним діапазоном випромінювання. Ця широка палітра варіантів освітлення була прийнята сучасною спільнотою рифів, і вражаючі картини барвистих SPS були досягнуті за різних умов освітлення. Відсутність єдиного унікального світлового рішення призвела до неминучих порівнянь/дебатів щодо відносних переваг металогалогенних ламп 10K, 14K та 20K, а також до жвавих дискусій на суміжну тему металогалогенних ламп та ламп на основі Т5.

Дискусії та дебати мають місце, але за відсутності достовірних даних важко щось вирішити. Потрібно мати можливість експериментально перевірити безпосередньо вплив освітлення на основі Т5, 10K MH та 20K MH на забарвлення того чи іншого корала. Для того, щоб отримати корисну інформацію з цього типу експерименту, важливо визначити задіяні змінні, ідентифікувати постійні елементи і прийти до значущої міри експериментального результату. З цими думками в якості передумов, ми вирішили дослідити наступне питання:

Як змінюється спостережуваний колір коралів SPS в залежності від типу освітлення, що використовується для їх вирощування?

Вся концепція забарвлення коралів зачіпає багато різних областей науки, від молекулярної генетики коралів до фізичної хімії поглинання світла молекулами пігменту, оптики, зорового сприйняття і, нарешті, до камерної/комп’ютерної графіки. Події на кожному з цих рівнів впливають на колір, який глядач сприймає, спостерігаючи за коралом або розглядаючи його фотографічне зображення. Корали виробляють безліч кольорових молекул, в основному, але не тільки білків, у відповідь на різноманітні стимули. Взаємозв’язок між стимулом та експресією кольорових молекул (білків) наразі є предметом припущень, а елементи контролю/регуляції, які, ймовірно, діють на генетичному рівні, ще не з’ясовані. Обговорювалися гіпотези, що охоплюють діапазон від наступальних функцій (наприклад, антени для збору світла) до захисних можливостей (наприклад, сонцезахисні креми), і в даний час немає переконливих доказів, які б заперечували будь-яку з цих ліній мислення. Саліх та ін. викликали великий інтерес, представивши дані, які вони інтерпретували як такі, що відповідають гіпотезі сонцезахисного крему, особливо для GFP (зеленого флуоресцентного білка) в Acropora palifera, Acropora nobilis, Pocillopora damicornis та Goniastrea retiformis з мілководдя Великого Бар’єрного рифу, Австралія (Salih, 2000). Однак цей висновок був оскаржений Мазелом, який не знайшов жодної підтримки ідеї про те, що GFP якимось чином модулює кількість світла, що досягає зооксантелл Montastraea cavernosa і Montastraea faveolata (Mazel, 2003a). Шліхтер описав спостереження, що узгоджуються з гіпотезою антени, де флуоресцентні білки, здається, допомагають у перетворенні фотосинтетично непридатного падаючого світла в довжини хвиль, які легко поглинаються фотосинтетичними реакційними центрами зооксантел (Schlichter, 1985). Нарешті, Фабриціус нещодавно повідомив, що світліші корали поглинають менше інфрачервоного випромінювання, яке сприяє нагріванню коралів, ніж темніші корали (Fabricius, 2006). Це спостереження можна інтерпретувати з точки зору посилення або пригнічення термічного відбілювання коралів, залежно від темного кольору. Ріддл детально описав UV/VIS (ультрафіолетові/видимі) характеристики багатьох білків забарвлення коралів, і його остання стаття є чудовим джерелом сучасних поглядів на цю тему, разом з провідними посиланнями (Riddle, 2007b).

На додаток до молекул забарвлення, що виробляються самим коралом, симбіотичні зооксантелли, звичайно, вносять свій внесок у золотисто-коричневе забарвлення в основному як наслідок відбиття від пігменту перидиніну (Hochberg, 2006).

Колір корала, який сприймається глядачем, є комбінацією падаючого світла, відбитого світла і повторно випромінюваного світла (флуоресценції) від корала, що спостерігається. Відбите світло не взаємодіє продуктивно з жодною молекулою корала, і тому поверхня корала діє по суті як дзеркало, відбиваючи вибіркові довжини хвиль світла. Тому довжини хвиль (кольори), що містяться в падаючому світлі, відіграють домінуючу роль у кольорі цього відбитого світла. Наприклад, лампочка, зміщена до синього кінця спектра (тобто 20K), не має великої складової червоного світла, і тому будь-який об’єкт, що відбиває світло лампочки 20K, буде виглядати зміщеним до синього кінця колірного спектра в силу цього дефіциту червоного світла. Повторне випромінювання світла (флуоресцентна емісія) включає взаємодію на молекулярному рівні між світловими частинками (фотонами) і молекулою рецептора в коралі. Молекули забарвлення коралів здатні поглинати світло в певному спектральному діапазоні довжин хвиль, і це поглинання має два наслідки: (1) воно видаляє з відбитого світла ті поглинені довжини хвиль (кольори), і (2) відкриває можливість випромінювання флуоресценції. Флуоресценція виникає в результаті повторного випромінювання світла від молекули барвника корала на більш довгій довжині хвилі (зміщеної від синього до червоного кінця спектра). Перепад енергії між поглинутими та випромінюваними фотонами є наслідком втрати енергії збудженого стану через молекулярні коливання – процес, який добре вивчається в рамках фізичної хімії. Таким чином, молекула певного коралового забарвлення може поглинати синє світло, але випромінювати зелене світло за допомогою цього механізму флуоресценції. Типова флуоресцентна ефективність, що визначається (флуоресцентними) фотонами, випромінюваними на наявні падаючі фотони, коливається від 3% до 10% (Mazel, 2003b). Мазел і Фукс спробували кількісно оцінити кількість флуоресцентного компоненту в світлі, що спостерігається від сильно флуоресцентних коралів Agaricia sp., Colpophyllia natans, Diploria labyrinthiformis, Montastraea cavernosa, Montastraea faveolata і Scolymia sp. (Mazel, 2003). Їх оцінки флуоресцентного компоненту на 2-метровій глибині коливаються від 7% до 30% залежно від точної ефективності флуоресценції та спектральних властивостей молекул забарвлення коралів. Існують й інші механізми, за допомогою яких світло може взаємодіяти з коралами для створення випромінюваного світла зі зміщеною довжиною хвилі, включаючи фосфоресценцію та дифракцію,

але внесок цих процесів у забарвлення коралів наразі не є зрозумілим. Загалом, сприйманий колір коралів буде залежати від поєднання відбитого світла (падаючого світла за відсутності поглинутих довжин хвиль) та флуоресцентних випромінювань, якщо це можливо. Гарне обговорення світла та кольору можна знайти в серії статей в Reefkeeping під назвою “Факти про світло” (Joshi, 2006); див. також Fenit (Fenit, 2005).

Відтворення кольору електронними пристроями є складною темою, що виходить далеко за рамки цієї статті. Однак важливо визнати, що всі схеми передачі кольору передбачають компроміси між “істинним” кольором об’єкта та “розрахунковим” кольором, зображеним камерою, комп’ютером або пристроєм відображення. Насправді, програмна обробка кольору об’єкта за допомогою декількох пристроїв може призвести до ще більших відхилень від істинного кольору. Нижче наведено деякі деталі процедури обробки кольору, що використовувалася для зображень у цій статті, та корекції кольору за допомогою методу перевірки кольору Гретага-Макбета, що використовується в цій статті. Гарну відправну точку для подальшого читання можна знайти за посиланням: .

Ідея про те, що довжина хвилі (колір) світла, під яким ріс корал, впливає на деякі характеристики корала, не нова. Кінзі, а пізніше і Шлахер досліджували конкретні гіпотези в цій загальній області дослідження коралів. Основоположні дослідження Кінзі оцінювали швидкість росту скелета коралів під впливом синього, червоного, зеленого та білого світла для Montipora verrucosa та Pocillopora damicornis (Kinzie, 1984). Вони дійшли висновку, що ці корали найшвидше росли під синім світлом, за ним слідувало біле світло, потім зелене світло, і, нарешті, найповільніше зростання спостерігалося під червоним світлом. Вони продовжили це дослідження, вимірявши швидкість фотосинтезу Montipora verrucosa за тих самих умов освітлення (Kinzie, 1987). Знову ж таки, найвищі показники фотосинтезу були досягнуті при синьому світлі; трохи нижчі, але схожі показники спостерігалися у коралів, вирощених як при білому, так і при зеленому світлі, за якими віддалено слідували показники фотосинтезу при червоному світлі. Зовсім недавно Шлахер та ін. досліджували швидкість росту Acropora solitaryensis під 150-ватними металогалогенними лампами з колірною температурою 5,5K, 10K, 14K та 20K (Schlacher, 2007). Після 3 місяців вирощування загальна швидкість росту під різними лампами була досить чіткою: 6,2 мг/добу при 5,5К, 4,9 мг/добу при 10К, 8,5 мг/добу при 14К і 10,9 мг/добу при 20К. Таким чином, лампи з найбільшою часткою синього світла (20K і 14K) сприяли найвищим темпам росту. Одне занепокоєння затьмарює інтерпретацію цих результатів; автори розташували всі лампи на однаковій висоті над коралами, що призвело до значних відмінностей у виміряній щільності фотосинтетичного потоку фотонів (PPFD), що надходить до коралів від кожної з цих ламп. Наприклад, ППФП лампи 20К в спектральному діапазоні поглинання хлорофілу 400-450 нм приблизно в 7,5 разів більша, ніж ППФП лампи 5,5К в цьому ж спектральному діапазоні. Значення цих відмінностей у кількості фотонів для швидкості росту, незалежно від загального “кольору” лампи, ще належить визначити. Взаємозв’язок між кольором падаючого світла та подальшим забарвленням коралів, що є темою цього нарису, був розглянутий Ріддлом (Riddle, 2003). Використовуючи коричневу Pocillopora meandrina в якості тестового прикладу, кораловий колір був візуально проаналізований після впливу на нього сфокусованого світла від синіх, червоних, зелених, жовтих або ультрафіолетових світлодіодів протягом періоду більше 7 тижнів.

Ділянка корала, опромінена синім світлодіодом, перетворилася з коричневої на рожеву, в той час як інші кольорові лампи або не мали ніякого ефекту, або сприяли знебарвленню коралів. Це обмежене дослідження призвело до деяких інтригуючих припущень про зв’язок між світлом для росту і кольором коралів, і воно створює основу для більш широких досліджень, описаних нижче.₂Експериментальний дизайн₂Експеримент був розроблений наступним чином: Три 10-галонних резервуари були встановлені для утримання фрагментів коралів на яєчній основі. Ці резервуари були з’єднані послідовно разом з каністровим фільтром Eheim, що містить живий камінь. Фільтр Eheim забезпечує рушійну силу для циркуляції води між трьома резервуарами зі швидкістю приблизно 1 оборот 30-галонного об’єму системи кожні 3 години. Для очищення води був встановлений реактор Phosban, завантажений гранульованим активованим вугіллям (GAC) і фосбаном. Заміна GAC/фосбану проводилася кожні 3 тижні. Скіммер Remora завершував водоочисну установку, а нагрівач Ebo Jagger та осмолятор Tunze підтримували постійну температуру системи та рівень води в системі відповідно. Для циркуляції кожен танк був оснащений Maxijet 1200, що живить розпилювач, встановлений безпосередньо під ватерлінією. Живність складалася лише з декількох равликів турбо і астреї та однієї м’ятної креветки на кожен акваріум. Ця установка вирівнювала всі інші параметри між трьома акваріумами, такі як якість води, температура води, потік води, сіль, мікроелементи і т.д., і ізолювала джерело світла як єдину змінну, що впливає на забарвлення коралів.₂Щотижневі додавання лужності (розчин Two Little Fishes B) та кальцію (CaCl₂-2H₄O) використовувалися для підтримання рівня першого на рівні 2,4-2,9 мекв/л, а другого – на рівні 350-400 ppm. Магній (MgCl₂-6H

O + MgSO

-7H

O) додавали час від часу за необхідності для підтримання рівня Mg на рівні 1250 – 1300 ppm. Щотижня проводилася підміна води об’ємом 5 галонів, а також щотижня до акваріумів додавали циклопізу, устричні яйця та амінокислоти “Саліферт”.

Три приблизно однакові за розміром фрагменти розміром 0,25 – 0,5 дюйма від 6 різних монтипорових і 5 різних акропорових батьківських колоній були вирізані, наклеєні на фрагментні пробки з арагакрету і поміщені на яєчну кришку в кожному акваріумі. Згідно з цим протоколом, кожен резервуар мав по одному фрагменту від кожного унікального зразка коралів. Фрагменти з кожної батьківської колонії були розміщені в однакових місцях в кожному з акваріумів, щоб фрагменти з кожного унікального корала мали однаковий або, принаймні, дуже схожий вплив світла та потоку води. Над одним акваріумом була розміщена одностороння металогалогенна лампа 20K 175W XM; другий акваріум освітлювався односторонньою металогалогенною лампою 10K 175W XM, а третій акваріум був увінчаний світильником Tek Light з 4 лампами T5 потужністю 24W (2 x 24W Aquasun VHO у зовнішніх позиціях, 1 JALLI 10000K і 1 AB актинічного синього кольору у внутрішніх позиціях). Лампи МГ були розміщені у відбивачах Spider, а для охолодження резервуарів використовувалися невеликі вентилятори для здоби. Між лампами та балоном не було встановлено жодного захисту від ультрафіолетового випромінювання. Слід зазначити, що лампи Т5 (флуоресцентні) не виробляють значного світла в УФ-А області спектру (Riddle, 2007a). Аналогічно, односторонні лампи MH, використані в цьому експерименті, мають адекватне екранування в УФ-А області внаслідок їх корпусів з боросилікатного скла. На противагу цьому, багато двосторонніх ламп МН випромінюють значну кількість ультрафіолетового світла, але вплив цього більш високоенергетичного світла на забарвлення коралів виходить за рамки цих експериментів. Резервуари були розділені непрозорим білим плакатним картоном, щоб запобігти перехресному забрудненню джерел світла. При такому розташуванні температура в резервуарах коливалася від 76 o F (світло вимкнене) до 80 o F (світло увімкнене) протягом 24 годин; період опромінення тривав 8 годин на добу. Висота кожної з ламп була відрегульована таким чином, щоб забезпечити постійну кількість ФАР на рівні коралів, виміряну за допомогою квантового вимірювача Apogee; початкові налаштування висоти ламп забезпечували інтенсивність світла близько 140 – 160 мЕ/м2 , але незадовільне забарвлення в цьому бідному на поживні речовини середовищі спонукало підняти ці лампи таким чином, щоб показники ФАР на коралах становили близько 80 – 100 мЕ/м2 . Ці показники знімалися в центрі акваріума, безпосередньо під лампами МН або Т5. Тому не всі корали отримували однакову кількість світла, оскільки інтенсивність падає по мірі віддалення від центру. Тим не менш, було забезпечено, як мінімум, ідентичне розміщення кожного виду коралів у трьох акваріумах,

що інтенсивність світла для кожного типу коралів була приблизно однаковою між двома резервуарами MH, з деякою невизначеністю в величині дисперсії інтенсивності між резервуарами MH і резервуаром T5. Зауважимо, що такий підхід нормалізує ППФД, на відміну від експерименту Шлахера. Корали вирощували в цих умовах протягом 14 місяців. Всі лампи були замінені через 12 місяців безперервного використання. Експериментальна установка проілюстрована на рисунку 1.

Рисунок 1. Вид зліва (зверху) та справа (знизу) трьох з’єднаних між собою резервуарів для вирощування фрагментів коралів; лівий резервуар опромінюється при 20К, середній – при 10К, а правий – при освітленні Т5. Для цих фотографій непрозорі перегородки, що розділяли резервуари, були видалені.

Корали забарвилися і росли з помітною швидкістю при цьому експериментальному режимі. Фотографія була використана для візуального порівняння забарвлення фрагментів з кожного з резервуарів. Для фотографування використовувалася фотокамера Nikon D80 з макрооб’єктивом 105 мм, встановлена на штативі. Знімки були зроблені в режимі RAW через (зачищене) переднє скло танків, без спалаху. Таким чином, єдиним освітленням для фотографування слугувало освітлення самих танків. Для того, щоб забезпечити точну передачу кольорів, при обробці фотографій була застосована кольорокорекція шляхом балансування білого. Для упорядкування налаштування балансу білого використовувався контролер кольору Gretag-MacBeth (деталі наведені нижче). Крім того, монітор комп’ютера (Apple MacBook Pro), який використовувався для виконання цих колірних корекцій, був відкалібрований за допомогою наданого програмного забезпечення для калібрування кольору. Коралам було дозволено відростати протягом 14 місяців. На той час їхні кольори стабілізувалися, і в кожному з фрагментів було помітно і часто суттєво нове зростання. В цей час фрагменти коралів були сфотографовані, і ці фотографії представлені нижче.

Результати

Балансування білого кольору за допомогою колірної шкали Гретага-Макбета	Зображений на рис. 2 колірний еталон Гретага-Макбета є стандартом, який використовується для балансування білого у фотоіндустрії. Для ілюстрації методики на рис. 2 (ліворуч) показано кольорову шашку, сфотографовану при сонячному світлі за допомогою функції автоматичного балансування білого фотоапарата Nikon D80. На рис. 2 (посередині) – та ж шашка, освітлена сонячним світлом, знята у форматі RAW. На рис. 2 (праворуч) продемонстровано, як за допомогою програми Adobe Photoshop (CS3) можна “виправити” колір фотографії 2 (посередині), відкоригувавши колірну схему. Оскільки ці фотографії зроблені при джерелі світла, під яке оптимізовано програмне забезпечення фотоапарата, різниця між рис. 2 (ліворуч) і рис. 2 (праворуч) невелика. Насправді, кольорові квадрати колірної шкали Гретага-Макбета мають стандартні значення відтінків, прийняті у професії фотографа, і тому ступінь “точності” кольору можна оцінити кількісно. Як колірна схема Гретага-Макбета, так і налаштування кольорів, що використовуються в Adobe Photoshop3 , відповідають шкалі sRGB. Кожен колір, що використовується Photoshop (або відображається у вікні перевірки кольору), складається з суміші червоного, зеленого та синього основних кольорів, інтенсивність яких варіюється від 0 (= чорний) до 255 (= білий). Шкала налаштована таким чином, що якщо RGB = 0/0/0, то відображається чорний колір, а якщо RGB = 255/255/255, то відображається білий колір. Якщо всі три значення інтенсивності RGB рівні, результатом є відтінок сірого. Наприклад, офіційний колір “червоний” складається з інтенсивності червоного 175, зеленого 54 та синього 60 (Таблиця 1, рядок 1, колонка 2), тоді як жовтий (не основний колір) – це скоріше суміш: 231/199/31 (Таблиця 1, рядок 5, колонка 2). Для фотографій 2 (ліворуч) – 2 (праворуч) значення, що охоплюють репрезентативний набір кольорів, наведені в Таблиці 1. Хоча між офіційними позначеннями відтінків та обробленими кольорами є певні розбіжності, ці розбіжності досить незначні і майже непомітні для людського ока.	Малюнок 2. Корекція балансу білого за допомогою кольорової шашки Gretag-MacBeth для зйомки під сонячним світлом. Зліва: збалансований камерою-автоматом файл білого. Посередині – невиправлений RAW-файл. Справа: виправлені кольори в обробленому файлі зображення.	Таблиця 1. Порівняння кольорів (відтінків) за допомогою колірного тесту Гретага-Макбета. Дані подано у вигляді значень Червоний/Зелений/Синій.	колір
прийнятий відтінок	Рис. 2 (ліворуч) відтінок	Рис. 2 (середній) відтінок	Рис. 2 (правий) відтінок	червоний
175/54/60	225/74/67	216/99/89	218/100/86	синій
56/61/150	18/71/213	4/74/195	14/77/190	зелений
70/148/73	109/198/130	133/193/121	136/194/118	фіолетовий
94/60/108	110/69/135	104/79/136	107/80/131	жовтий
231/199/31	255/230/76	255/236/115	255/236/107	білий
243/243/242	255/255/255	252/253/255	253/253/253	середньо-сірий
160/160/160	161/164/171	157/160/167	160/161/163	чорний

52/52/52

50/51/55

Source: reefs.com